Кровоносна система

Розвиток сільського господарства та загальне зростання антропічного впливу на водне середовище загострило проблему виживання водних тварин і, зокрема, риб, в умовах пестицидного навантаження. Забруднення внутрішніх водойм, в тому числі рибогосподарських, гербіцидами є одним з лімітуючих чинників функціонування модельних водних екосистем та їх біопродуктивності. У зв’язку з цим вивчення фізіолого-біохімічних механізмів адаптації на рівні обмінних процесів у риб, а також їх енергетичне забезпечення у відповідь на токсичний вплив пестицидів є однією з головних умов розробки ефективних засобів та способів підвищення стійкості організму риб до змінених умов існування.

Знання характеру особливостей надходження, розподілу, накопичення пестицидів в органах та тканинах, біохімічних змін в результаті отруєння може бути використане для пояснення механізмів адаптації риб до токсикантів, виявлення причин загибелі гідробіонтів у природних водоймах та обґрунтування методів контролю забруднення навколишнього середовища.

Мета і завдання дослідження. Метою роботи було структно-функціональні характеристики гемоглобінової системи коропа лускатого (Cyprinus carpio L).

а) вміст Нв та його форм;

б) активність ферменту мет-гемоглобін-редуктази;

в) спорідненість Нв до кисню;

г) швидкість лужної деструкції Нв.

Об’єкт дослідження: короп лускатий (Cyprinus carpio L).

Предмет дослідження: вплив інсектициду „Престиж” на структурно-функціональні параметри гемоглобіну крові коропа у токсичних умовах.

Для досягнення мети вирішувались наступні завдання:

теоретично дослідити морфологічні зміни гемоглобінової системи риб у відповідь на існування в умовах інсектицидного навантаження;

проаналізувати структурно-функціональні зміни в гемоглобіновій системі коропа під впливом токсичних концентрацій інсектициду „Престиж", а саме:

Методи дослідження: спектрофотометричний аналіз (СФ-26).

Розділ 1. Загальна характеристика гемоглобінової системи в крові риб та її роль в підтриманні гомеостазу організму

Головною відмінністю кровоносної системи риб від інших хребетних є наявність одного кола кровообігу і двухкамерного серця, наповненого венозною кров'ю (за винятком двоякодишних і кістеперих).

Серце складається з одного шлуночка й одного передсердя і міститься в навколосерцевій сумці, відразу за головою, за останніми зябровими дугами, тобто в порівнянні з іншими хребетними зміщено вперед. Перед передсердям є венозна пазуха, або венозний синус, зі спадаючими стінками; через цю пазуху кров надходить у передсердя, а з нього - у шлуночок [14].

Кількість крові в риб відносно менше, ніж у всієї іншої хребетної тварин (1,1 - 7,3% від маси тіла, у тому числі в коропа 2,0-4,7%, сома - до 5, щуки - 2, кети - 1,6, тоді як у ссавців - 6,8% у середньому). Це зв'язано з горизонтальним положенням тіла (немає необхідності проштовхувати кров вгору) і меншими енергетичними витратами в зв'язку з життям у водному середовищі. Вода є гіпогравітаційним середовищем, тобто сила земного притягання тут майже не позначається.

Морфологічна і біохімічна характеристика крові різна в різних видів у зв'язку із систематичним положенням, особливостями середовища існування і способу життя. Усередині одного виду ці показники коливаються в залежності від сезону року, умов змісту, віку, статі, стану особей.

Кількість еритроцитів у крові риб менше, ніж у вищих хребетних, а лейкоцитів, як правило, більше. Це зв'язано, з одного боку, зі зниженим обміном риб, а з іншого боку - з необхідністю підсилити захисні функції крові, тому що навколишнє середовище багате хвороботворними організмами.

Кількість еритроцитів у риб коливається в широких межах, насамперед у залежності від рухливості риб: у коропа - 0,84-1,89 млн. /мм3 крові, щуки - 2,08, пеламіди-4,12 млн. /мм3. Кількість лейкоцитів складає в коропа 20-80, у йорша - 178 тис. /мм3. Клітки крові риб відрізняються великою розмаїтістю, ніж у іншої групи хребетних. У більшості видів риб у крові мають і зернисті (нейтрофіли, еозинофіли) і незернисті (лімфоцити, моноцити) форми лейкоцитів. Серед лейкоцитів переважають лімфоцити, на частку яких приходиться 80-95%, моноцити складають 0,5-11%; серед зернистих форм переважають нейтрофіли-13-31%; еозинофіли зустрічаються рідко (у коропових,).

Співвідношення різних форм лейкоцитів у крові коропа залежить від віку й умов вирощування.

Загальна кількість лейкоцитів у крові риб сильно змінюється протягом року, у коропа воно підвищується влітку і знижується узимку при голодуванні в зв'язку зі зниженням інтенсивності обміну [4].

Здатність гемоглобіну крові забирати кисень з води в різних риб неоднакова. У швидкоплаваючих риб - макрелі, тріски, форелі - гемоглобіну в крові багато, і вони дуже вимогливі до вмісту кисню у воді. У багатьох морських придонних риб, а також вугра, коропа, карасів і деяких інших, навпаки, гемоглобіну в крові мало, але він може зв'язувати кисень із середовища навіть з незначною кількістю кисню.

Чутливість риб до змін температури води також пов'язана з властивостями гемоглобіну: при підвищенні температури води потреба організму в кисні збільшується, але здатність гемоглобіну зв'язувати його падає.

Пригнічує здатність гемоглобіну зв'язувати кисень і вуглекислота: для того щоб насиченість киснем крові досягла 50% при вмісті у воді 1% О2, необхідний тиск кисню в 666,6 Па, а у відсутності О2 для цього досить тиску кисню майже вдвічі меншого - 266,6 - 399,9 Па.

Кров, будучи внутрішнім середовищем організму, містить у плазмі білки, вуглеводи (глікоген, глюкоза й ін) і інші речовини, що грають велику роль в енергетичному і пластичному обміні, у створенні захисних властивостей. Рівень цих речовин у крові залежить від біологічних особливостей риб і абіотичних факторів, а рухливість складу крові дозволяє використовувати її показники для оцінки фізіологічного стану.

Кісткового мозку, що є основним органом утворення формених елементів крові у вищих хребетних, і лімфатичних залоз (вузлів) у риб немає.

Кровотворення в риб у порівнянні з вищими хребетними відрізняється рядом особливостей:

1. Утворення клітин крові відбувається в багатьох органах. Вогнищами кровотворення в риб є: зябровий апарат (ендотелій судин і ретикулярний синцитій, зосереджений у основі зябрових пелюстків), кишечник (слизувата), серце (епітеліальний шар і эндотелий судин), нирки (ретикулярний синцитій між канальцами), селезінка, судинна кров, лимфоїдний орган (скупчення кровотворної тканини - ретикулярного синцитію - під дахом черепа). На відбитках цих органів видні кров'яні клітки різних стадій розвитку [12].

2. У кісткових риб найбільше активно гемопоез відбувається в лімфоїдних органах, нирці і селезінці, причому головним органом кровотворення є нирки (передня частина). У нирках і селезінці відбувається як утворення еритроцитів, лейкоцитів, тромбоцитів, так і розпад еритроцитів.

3. Наявність у периферичній крові риб і зрілих і молодих еритроцитів є нормальним і не служить патологічним показником на відміну від крові дорослих ссавців.

4. В еритроцитах, як і в інших водних тварин, на відміну від ссавців є ядро.

Селезінка риб розташовується в передній частині порожнини тіла, між петлями кишечника, але незалежно від нього. Це щільне компактне темно-червоне утворення різної форми (кулястої, стрічкоподібної), але частіше витягнутої. Селезінка швидко змінює обсяг під впливом зовнішніх умов і стану риби. У коропа вона збільшується узимку, коли в зв'язку зі зниженим обміном речовин потік крові сповільнюється і вона скапливается в селезінці, печінці і бруньках, що служать депо крові, теж спостерігається при гострих захворюваннях. При недоліку кисню, перевезенню і сортуванню риби, облові ставків запаси крові із селезінки надходять у кров'яне русло. Зміна розмірів селезінки в зв'язку з періодами посиленої активності встановлено на струмковій і райдужній форелях і інших рибах.

Одним з найважливіших факторів внутрішнього середовища є осмотичний тиск крові, тому що від нього залежить значною мірою взаємодія крові і клітин тіла, водний обмін в організмі і т.д.

Лімфатична система риб не має залоз. Вона представлена поруч парних і непарних лімфатичних стовбурів, у які лімфа збирається з органів і по них же виводиться в кінцеві ділянки вен, зокрема в Кювьеровы протоки.

Гемоглобінова буферна система - сама могутня буферна система крові. Вона в 9 разів могутніше бікарбонатного буфера; на її частку приходиться 75% від усієї буферної ємності крові [17].

Участь гемоглобіну в регуляції рН крові пов'язана з його роллю в транспорті кисню і вуглекислого газу. Константа дисоціації кислотних груп гемоглобіну міняється в залежності від його насичення киснем. При насиченні киснем гемоглобін стає більш сильною кислотою (НнbО2). Гемоглобін, віддаючи кисень, перетворюється в дуже слабку органічну кислоту (Ннb).

Отже, гемоглобінова буферна система складається з неіонізованого гемоглобіну Ннb (слабка органічна кислота, донор протонів) і калієвої солі гемоглобіну Кнb (сполучена основа, акцептор протонів). Точно так само може бути розглянута оксигемоглобінова буферна система. Система гемоглобіну і система оксигемоглобіну є взаємоперетворюваними системами й існують як єдине ціле. Буферні властивості гемоглобіну насамперед обумовлені можливістю взаємодії реагуючих сполук з калієвою сіллю гемоглобіну з утворенням еквівалентної кількості відповідної калійної солі кислоти і вільного гемоглобіну:

Кнb + Н2СO3 → КНСО3 + Ннb.

Саме в такий спосіб перетворення калійної солі гемоглобіну еритроцитів у вільний Ннb з утворенням еквівалентної кількості бікарбонату забезпечує підтримка рН крові в межах фізіологічно припустимих величин, незважаючи на надходження у венозну кров величезної кількості вуглекислого газу й інших киснуло реагуючих продуктів обміну.

Гемоглобін (Ннb), потрапляючи в капіляри легень, перетворюється в окси-гемоглобин (НнbО2), що приводить до деякого підкислення крові, витисненню частини Н2О з бікарбонатів і зниженню лужного резерву крові. Перераховані буферні системи крові відіграють важливу роль у регуляції кислотно-основної рівноваги. Як відзначалося, у цьому процесі, крім буферних систем крові, активну участь приймають також система дихання і сечо-статева система.

В умовах зимового голодування в організмі риб розвивається температурний та ресурсодефіцитний стрес. Відповіддю на нього є збільшення протягом зимівлі в 1,5 рази вмісту еритроцитів та величини гематокриту. Загальний вміст гемоглобіну знижуєтся в 2 рази, що корелює з даними про пряму залежність вмісту гемоглобіну в коропа від температури води. Це пояснюється зниженням в 4 рази активності мітохондріальної δ-АЛС, яка лімітує швидкість біосинтезу гема. Загалом, дані зміни погіршують в період зимівлі забезпечення тканин киснем.

В кінці березня на початку квітня поряд з зниженням в 4 рази вмісту оксиформи гемоглобіну рівень дезоксиформи відносно лютого в 3 рази зростає. Вміст метгемоглобіну при цьому збільшується в 2 рази, що співвідноситься з різким зниженням спорідненості гемоглобіну до кисню. З даними змінами корелює швидкість дисоціації оксигемоглобіну. Максимальна швидкість дисоціації виявлена в жовтні, коли спорідненість є мінімальною, а мінімальна - в червні, коли спорідненість є максимальною. Сезонна динаміка дисоціації оксигемоглобіну підтверджує підвищення спорідненості гемоглобіну до кисню в період зимівлі [6].

Існує взаємозв’язок між підвищенням спорідненості гемоглобіну до кисню, зниженням рівня метформи та зростанням вмісту його оксиформи. Значне зниження вмісту окси - та підвищення кількості метформи гемоглобіну, а також зміщення кривої дисоцації оксигемоглобіну вправо в кінці зимівлі свідчить про розбалансування системи транспорту кисню в цей період.

Оскільки біохімічна адаптація здійснюється як шляхом модифікації макромолекул, так і на рівні регуляторних факторів клітини, вченими досліджено регуляцію функціональної активності гемоглобіну за допомогою АТФ, який є основним модулятором спорідненості гемоглобіну риб до кисню. Протягом зимівлі рівень останнього знижувався в 2 рази, що співставляється с відміченим нами фактом збільшення спорідненості гемоглобіну коропа до кисню. Це узгоджується з зниженням в риб за низьких температур обміну речовин, рухливості, зменшенням споживання ними кисню та активацією гліколізу.

Перебудови енергетичного метаболізму відображаються на функціонуванні системи транспорту кисню шляхом впливу на структурно-функціональний стан гемоглобіну. Однією з суттєвих характеристик останнього є кінетика його лужної денатурації [7].

Найстійкішим гемоглобін є в червні (період активного живлення). Найзначнішою його денатурація є в жовтні та лютому, що є показником низької захищеності молекул від денатуруючих агентів.

В формуванні вищих рівнів структури білків важливу роль відіграють амідні групи. Протягом зимівлі амідованість гемоглобіну підвищується в 2 рази. Амідованість білків плазми крові знижується в середині зимівлі, але зростає з лютого по квітень. Відомо, що з другої половини зимівлі як ендогенне джерело живлення в риб використовуються саме білки, в зв’язку з чим амідування гемоглобіну та білків плазми протягом зимівлі можна вважати засобом їх адаптивного захисту від протеолізу. Додатковим механізмом такого захисту є глікування. Нами виявлено, що в середині зимівлі глікування гемоглобіну знижується, а в березні зростає майже в 3 рази. Білки плазми в часовій динаміці глікуються навпаки. Ввважаємо, що ступінь глікування може бути фактором, який з одного боку за несприятливих умов стабілізує білкові молекули, а з іншого - регулює інтенсивність вуглеводного обміну шляхом вилучення моносахаридів з окиснювального пулу. Збільшення ступеня амідування білків супроводжується зниженням відсотка їх глікування і навпаки. Ймовірно, що за рахунок цього максимально ефективно здійснюється стабілізація гемоглобіну. Одночасно з цим певну роль в захисті гемоглобіну під час зимівлі риб відіграють і сульфгідрильні групи. Проте їх роль, порівняно з описаними механізмами, нижча, оскільки вміст -SH груп протягом зимівлі змінюється мало. Незначну роль в даному процесі відіграє також і метгемоглобінредуктаза еритроцитів, активність якої зимою знижується в 2 рази, що корелює з зростанням вмісту метгемоглобіну.

Компенсаторно-адаптивними реакціями на токсичну дію можна вважати збільшення числа еритроцитів, активацію еритропоетичної активності тканин, зростання активності метгемоглобінвідновлюючої НАДH-залежної метгемоглобінредуктази, одного з основних ферментів блокування окислення гемового заліза [9].

Збільшення спорідненості гемоглобіну до кисню може бути фактором підтримання функціонально необхідного рівня вільного кисню (дія іонів свинцю окремо та спільно з аміаком, іонів цинку, закислення і залуження води, вплив фенолу) та засобом запобігання неконтрольованих перекисних процесів.

Розділ 2. Стан системи гемоглобіну (крові) за дії екстремальних факторів довкілля (ЛТ посучасним пестицидах, по крові риб), температури, кислотних дощів

2.1 Морфологічні, фізіологічні та біохімічні зміни в організмі гідробіонтів за дії пестицидів

Комплексна взаємодія природних явищ, хімічних процесів та людських дій призводить до появи достатньо високих концентрацій пестицидів у поверхневих водах, що викликає занепокоєння через шкідливу дію на водні організми, міграцію у харчових ланцюгах, небезпеку для здоров’я людини. Тому в наш час важливу роль відіграє вивчення біохімічних та фізіологічних показників життєдіяльності гідробіонтів, і зокрема риб, у відповідь на отруєння. Знання характеру змін в органах і тканинах в результаті отруєння може бути використане для пояснення механізмів адаптації риб до токсикантів, виявлення причин загибелі гідробіонтів у природних водоймах та обґрунтування методів контролю забруднення навколишнього середовища [5].

Як відомо, існує матеріальна кумуляція (накопичення в організмі токсичної речовини) та функціональна (викликані токсикантом ефекти). Здатність пестицидів до матеріальної кумуляції описано нами у попередньому розділі. Функціональна ж кумуляція здатна спричиняти морфологічні, фізіологічні та біохімічні зміни в органах і тканинах, проявляючись навіть при дії препаратів, що швидко руйнуються та виводяться з організму. Як відомо, функціональна кумуляція в органічному світі зустрічається частіше, оскільки після кожного попадання отрути в організм зберігаються наслідки попередньої реакції, які, накладаючись на наступну, призводить до появи токсичного ефекту.

До організму риб пестициди потрапляють переважно через зябра, шкіру та можуть захоплюватись з їжею. Токсиканти пестицидної групи мають різний механізм дії. Він залежить від хімічної будови цих речовин і тому єдиної думки по даному питанню не існує. Але особливо шкідливими виявились хлорорганічні сполуки, що обумовлено їх значною стійкістю як у навколишньому середовищі так і всередині організмів тварин, а також різноманітним ефектом дії (токсичний, мутагенний, канцерогенний). Значно більш токсичні, ніж хлорорганічні, фосфорорганічні пестициди. Не настільки токсичні, але дуже шкідливі похідні симм-триазина, сечовини та карбонових кислот.

В результаті досліджень впливу пестициду карбофурану на морфо-функціональний стан яєчників ляліуса (Colisa lalia L) отримані дані, що свідчать про переродження тканини яєчників, появу специфічних атлетичних ооцитів діаметром 80-180 мкм і зменшення кількості зрілих ооцитів, відмічено також порушення структури жовточних гранул. Дослідники спостерігали як гіпертрофовані, так і зморщені ооцити невеликого розміру з дезінтегрованими яйценосними пластинками.

Вивчення токсичного впливу фосфорорганічного пестициду діазинону дозоволило авторам роботи зробити висновок про значні морфологічні та фізіологічні зміни у Melanotaenia duboulayi, що виражались у гіпертрофії та гіперплазії зябер, закупорці кровоносних судин, потовщенні епітелію зябрових пелюсток, посиленні секреції слизу.

При хронічному отруєнні похідними дихлорфеноксиоцтової кислоти у риб спостерігається виснаження організму, атрофія скелетної мускулатури. Перикардіальна порожнина заповнена кров’ю, що майже не зсілася, відмічається жовтушність печінки. При гістологічному дослідженні найбільші зміни відмічені в печінці (застійна гіперемія міжтрабекулярних капілярів, зерниста дистрофія печінкових клітин, в окремих випадках в певних ділянках паренхіми каріо - та плазмопікноз і розпад поодиноких клітин) та міокарді (м’язеві волокна потончені, розрихлені з погано вираженою смугастістю). Субтоксичні концентрації 2,4-ДА при гострому отруєнні викликають у риб зміни в периферійному кровотоці, зниження кількості еритроцитів (на 8,9-18,2%), лейкоцитів (на 22-27%) і в окремих випадках гемоглобіну (до 14%), порушення газообміну (споживання кисню збільшується на 26%) [8].

Широко вивчаються також анатомо-фізіологічні зміни в організмі риб, що живуть в умовах пестицидного забруднення. Зокрема, фосфорорганічний пестицид діазинон викликає у Меlahotaenia duboulayi потовщення епітелію зябрових пелюсток, гіпертрофію та гіперплазію зябер, посилену секрецію слизу та закупорку кровоносних судин. У прісноводного ляліуса (Colisa lalia) токсикація карбофураном викликала атрезію яєчників. В залежності від концентрації пестициду у риб спостерігали ооцити без зародкових пухирців, гіпертрофовані, зморщені ооцити, дезинтеграцію яйценосних пластинок. Відмічено зміни у гістоструктурі центральної нервової системи молоді білуги в результаті хронічного отруєння яланом. При дії інсектицидів на риб та крабів у тварин спостерігали видозміни у будові нервових клітин. Вважається, що найбільш уразливими до дії забруднюючих речовин, зокрема пестицидів, є органи чуття риб, рецепторні елементи яких безпосередньо відкриті у навколишнє середовище: нюх, смак, бічна лінія, що призводить до змін у поведінці риби в умовах токсикозу. Поведінкові реакції можна використовувати як перші ознаки порушення нормальної життєдіяльності отруєних риб.

Відомі також данні про мутагенний та тератогенний вплив пестицидів на ембріональний розвиток осетрових риб, при якому найчастіше спостерігається порушення органогенезу, як правило, ці зміни несумісні з життям. Під час застосування деяких хлорорганічних пестицидів спостерігається також їх ембріотоксична дія на організм риб.

При вивченні біологічної дії пестициду SAN 527 I 240 EW (діюча речовина - тауфлувалінат) виявлено, що при концентрації у воді 48 г/га він пригнічує здатність коропа до виживання.

Для оцінки фізіологічного стану риб під впливом найрізноманітніших чинників середовища останнім часом широко використовують різні групи біохімічних показників, оскільки, застосовуючи біохімічні методи, і, зокрема, методи ензимоіндикації, можна визначити ступінь інтоксикації на самих ранніх стадіях токсичної дії, задовго до загибелі. Вплив пестицидного забруднення водного середовища на активність певних ферментів організму риб досить широко описано у фаховій літературі, крім того, важливим показником токсичності умов навколишнього середовища є кількісний склад певних метаболітів (загального білку, глюкози, лактату, пірувату тощо) в тканинах [4].

Досліджуючи токсичний вплив гептахлору на активність ферментів в організмі мозамбікської тіляпії (Tilapia mossambica L), автори роботи виявили вірогідне збільшення активності кислої фосфатази в зябрах риб та почерговому збільшенню і зменшенню активності ферменту в печінці.

При дослідженні індивідуальної та синергічної дії сублетальних доз пестициду монокротофосу та добрива хлориду амонію на склад протеїнів, глікогену, вільного цукру, кислої, лужної фосфомоноестераз та неспецифічних естераз в м’язах та печінці мозамбікської тіляпії відмічено значне зниження рівня всіх вище перелічених речовин уже після 96 годин експозиції. При цьому, суміш добрива і пестициду виявилась більш токсичною, ніж кожна речовина окремо.

Виявлено також, що фосфорорганічні пестициди діазінон та малатіон пригнічують холінестеразну активність у личинок райдужної форелі, причому ці зміни корелюють зі змінами рухової активності [7].

При вивченні дії сублетальних концентрацій рогора на деякі біохімічні показники кларієвого сома (Claridae), спостерігалось зменшення кількості м’язового глікогену з одночасним збільшенням вмісту лактату. Активність ЛДГ протягом перших 48 годин експозиції різко зростала, а потім (96-192 години експозиції) пригнічувалась Відмічено також зростання активності глікогенфосфорилази у м’язах у відповідь на дію токсиканта.

Під дією пестициду фенитротіону, що широко використовується в сільському господарстві, в концентрації 0,02 та 0,04 мг/л в організмі європейського вугра (Anguilla anguilla L) зменшується рівень протеїну, жирів, глікогену, спостерігається пригнічення енергетичного обміну. Більшість метаболічних порушень не приходить до норми протягом тижня. Автори пов’язують вплив фенитротіону з посиленим синтезом ліпопротеїнів, які відіграють захисну роль, та інтенсивним катаболізмом глікогену в умовах інтоксикації.

Дослідження інших вчених показали, що при витримуванні білого амура (Ctenopharingodon idella Val) у воді з сублетальними концентраціями аметрину (гербіцид), бейлусцину (молюскоцид) та сечовини у плазмі крові риб спостерігається збільшення концентрації глюкози та незакономірні зміни лактату, в м’язах та печінці вірогіднене зменшення рівня глікогену, крім того зростає активність глюкозо-6-фосфатази в печінці [6].

У 1995 році з метою одержання результатів, які б найбільш адекватно відображали вплив антропогенного забруднення на стан молоді осетрових риб (Acipenseridae), були проведені модельні експерименти по вивченню впливу суміші хлорорганічних пестицидів та солей важких металів (ВМ) при передачі їх по трофічним ланцюгам. Як з’ясувалось, рання молодь осетра досить стійка (резистентна) до дії ХОП та ВМ, хоча деякі патологічні зміни все ж таки спостерігались. Така протидія хлорорганічним пестицидам та солям важких металів, на думку дослідників, зумовлена, очевидно, високою інтенсивністю виведення вказаних токсикантів із організму риб. Однак виникнення патологічних змін, з точки зору вчених, не дозволяє вважати осетра достатньо повноцінною та процвітаючою популяцією.

Крім того, високотоксичні пестициди (корбель, фронтьєр, харнес) у сублетальній концентрації викликають у передличинок осетра відхилення в ліпідному обміні. Цікавим виявилось те, що личинки з високим вмістом жиру виявились більш токсикорезистентними.

Як об’єкт для вивчення біохімічних показників під впливом різного роду токсикантів досить широко використовується мешканець наших внутрішніх водойм - короп лускатий (Сyprinus carpio L). При дослідженні холінестерази (фермент, який американські дослідники пропонують використовувати як біомаркер забруднення сільськогосподарських водойм інсектицидами) мозку коропа при дії на його організм фосфорорганічних та карбаматних інсектицидів виявлено майже повне пригнічення активності цього ферменту.

Поряд з цим, порівнявши токсичну дію 13 інсектицидних препаратів на біохімічні показники коропа, відмічено збільшення естеразної та пероксидазної активності на початковій стадії інтоксикації з наступним інгібуванням цих ферментів. При інтоксикації гормоноподібними інсектицидами спостерігається збільшення вмісту малонового діальдегіду в тканинах мозку коропа, що на думку дослідників свідчить про активацію перекисного окислення ліпідів в мозковій тканині.

Відомо, що деякі пестициди можуть викликати зміни у складі крові риб. Зокрема ендосульфан спричиняє зменшення величини споріднення гемоглобіну до кисню, що в свою чергу призводить до зменшення рН крові у зв’язку зі збільшенням в ній концентрації вуглекислоти. Тими ж дослідниками визначено, що отруєння коропа різними пестицидами викликає зміни в концентрації сироваткових білків та їх окремих фракцій, однак направленість цих змін та їх вираженість визначається природою токсиканта та його концентрацією [24].

Дослідження, проведені геологічним товариством США в 1994 році в 13 штатах та окрузі Колумбія, довели чітку кореляцію (зворотно-пропорційну залежність) між рівнем естрогену і тестостерону у риб та концентрацією водорозчинних пестицидів у водоймах. Крім того, пестициди порушують позагенну дію прогестеронів на мейотичне дозрівання ооцитів риб шляхом зв’язування з рецепторами прогестеронів в їх плазматичних мембранах.

Заслуговують на увагу дані, що до впливу на гідробіонтів похідних арилоксиалканкарбонових кислот, а саме групи 2,4-дихлорфеноксиоцтової кислоти (2,4-Д) та триазинів.

Однією з важливих груп гербіцидів для боротьби з бур’янами в посівах злакових культур є арилоксиалканкарбонові кислоти та їх різноманітні похідні. Широкому застосуванню цих речовин сприяє їх помірно-гостра токсичність для теплокровних тварин, риб, планктону та інших об’єктів навколишнього середовища. Однак останнім часом з’явились дані про патологічні зміни, що викликають 2.4-Д та її похідні в організмі риб та інших тварин. Тому вивчення біохімічних змін, що виникають в організмі риб під впливом даних препаратів, дуже важливе.

Так, при дослідженні нирок линів (Tinca tinca L), які знаходились в воді з 2,4-Д, було встановлено, що остання викликає дегенерацію та некроз в усіх відділах системи канальців.

При одночасній дії 2,4-Д та піклорама у сомика (Ictalurus punctatus L) спостерігається посилення активності печінкової етоксирезоруфін-О-деетілази, зменшення концентрації хлоридів у сироватці крові та гепато-соматичного індексу, хоча ці зміни не відмічені у риб при окремій дії кожного з токсикантів.

Відомо також, що 2,4-Д-Na негативно впливає на окиснювальне фосфорилювання (зниження рівня окислювальних процесів і роз’єднання окиснювального фосфорилювання), знижує аденозинтрифосфатазну активність мітохондрій печінки коропа, зменшує виживання ікри та темпи раннього ембріонального розвитку риб, викликає кількісні зміни ліпідних фракцій у скелетній та серцевій мускулатурі коропа. Вивчались також кількісні зміни ліпідних фракцій печінки та плазми крові коропа під впливом натрієвої солі 2,4-Д та патоморфологічні зміни (частковий некроз та переродження у сполучну тканину) в окремих органах коропа (серце, печінка та інш) при гострому та підгострому отруєнні амонійною сіллю 2,4-Д. Відомо, що за дії 2,4-Д-амонійної солі відбуваються зміни в периферичній крові, а також спостерігаються дистрофічно-некробіотичні зміни та розлади кровообігу в печінці та міокарді.

Мутагенна дія похідних 2,4-Д виражена слабо, однак у дослідах на тваринах встановлено ембріотоксичну дію 2,4-Д бутилового ефіру в дозах, що не викликали загальнотоксичної дії [11].

У зв’язку з можливістю надходження пестицидів у рибоводні водойми вивчено токсичність багатьох з них для різних видів риб. Відмічено, що, як і інші токсиканти, похідні 2,4-Д мають різну токсичність та здатність до накопичення для риб різних видів.

Встановлено, що токсичність арилоксиалканкарбонових кислот для риб залежить не лише від виду риби, але й від її віку, температури води та інших факторів. Зокрема, токсичність солей з амінами та ефірів вища, ніж лужних солей препаратів. Особливо висока токсичність емульсій ефірів, що, можливо, пов’язано з наявністю емульгатора, присутність якого, як правило, посилює токсичність погано розчинних у воді органічних речовин. Підвищення токсичності солей з амінами може бути пов’язане з високою токсичністю для риб самих амінів та з високою здатність до проникнення таких солей в організм риби. Зокрема в районі застосування 2,4-Д кислоти в концентрації до 0,2 мг/л відмічена можливість накопичення великих кількостей преперату в трісці (Gadus morhua L) - до 1500 мг/кг тканини, та в рибі-місяці (Mola mola L) - до 500 мг/кг. Лабораторні дослідження Щербакова Ю.А. та Полубояринової І.В. свідчать про гідроліз 2,4-Д бутилового ефіру до 2,4-Д кислоти протягом 9-10 діб. По даним вчених при вмісті в воді 5 мг/л 2,4-Д ефіру на третій день в рибах накопичується 164,3 мг/кг 2,4-Д ефіру і 61,6 мг/кг 2,4-Д кислоти. При наявності у воді ефіру на рівні ГДК в рибах на третій день виявлено 32,4 мг/кг ефіру і 0,66 мг/кг кислоти. Крім того планктон, донні відкладення та водні рослини також здатні накопичувати та тривалий час утримувати препарати групи 2,4-Д.

Що до такого пестициду як зенкор (4-аміно-6-третбутил-3- (метилтіо) - 1,2,4-триазин-5 (4Н) - он) - одного з представників триазинів, то його дію на організми гідробіонтів і, зокрема, риб, вивчено порівняно мало. Є відомості про зміни в складі крові та порушення обміну нуклеїнових кислот у зв’язку зі здатністю заміщувати піримідинові основи [5].

Триазини, загалом, досить токсичні для тварин, що мешкають у водному середовищі. Протягом довгого часу похідні триазинів займають перше місце по об’ємам виробництва та застосування в світовому землеробстві. Потрапляючи у водойми, вони викликають багаточисельні негативні наслідки для гідробіонтів в результаті безпосередньої токсичної дії або в результаті глибокого порушення ланцюгів живлення.

В літературних джерелах описано дослідження негативного впливу симазина разом з хімічними добривами та атразину і діурону на риб і водні екосистеми.

2.2 Ступінь прояву токсичної дії пестицидів на риб залежно від їх концентрації

Як відомо, результати дослідів з визначення токсичності певних речовин для риб визначаються двома найважливішими змінними: концентрацією токсиканту та часом його дії. За умови незмінного часу проведення експерименту, концентрація хімічної речовини відіграє провідну роль у визначенні ступеня прояву токсичної дії та при оцінюванні самого факту шкідливості досліджуваної сполуки для риб. Питання про концентрацію хімічної речовини, при якій вона стає токсичною чи летальною, залишається одним з найактуальніших в токсикології.

При дослідженні змін вуглеводного обміну у білого амура при витримуванні у воді з сублетальною та летальною концентраціями молюскоциду бейлусцину виявлено, що зміни активності ферменту глюконеогенезу - глюкозо-6-фосфатази залежать від кількості токсиканта у воді: при сублетальній концентрації активність ферменту спочатку швидко знижується, а згодом, по мірі адаптації до токсичних умов, збільшується. При дії летальної концентрації даного пестициду спостерігається різке збільшення активності ферменту [26].

Результати досліджень негативного впливу пестициду карбофурана у сублетальній (0,7 мг/л) та середній летальній (1,7 мг/л) дозах на морфо-функціональний стан яєчників ляліуса свідчать про те, що в яєчниках першої групи риб виявлено більший, ніж у риб контрольної групи, вміст ооцитів діаметром 80-180 мкм і менше зрілих ооцитів, відмічено також порушення структури жовточних гранул. У яєчниках риб, яких витримували при концентрації токсиканту 1,7 мг/л, спостерігали як гіпертрофовані, так і зморщені ооцити невеликого розміру з дезінтегрованими яйценосними пластинками.

Вивчення токсичного впливу фосфорорганічного пестициду діазинону у п’яти різних концентраціях дозволило авторам роботи зробити висновок про кореляцію вираженості морфологічних та фізіологічних змін у Melanotaenia duboulayi (гіпертрофія та гіперплазія зябер, закупорка кровоносних судин, потовщення епітелію зябрових пелюсток, посилена секреція слизу) від концентрації токсиканту.

При дослідженні токсико-кінетичних показників фенітротину в організмі європейського вугра, порівнюючи фактори біонакопичення для дослідних риб, які утримувались у розчинах пестициду в концентрації 0,02 та 0,04 мг/л вченими доведено, що швидкість поглинання токсиканту та його кількісний вміст в тканинах риб залежить від концентрації пестициду в розчині. Найвищий фактор біоконцентрації визначено для вугрів, експонованих у 0,04мг/л розчині токсиканту. Крім того, незалежно від концентрації фенітротіону у воді його накопичення в печінці сягало стабільного рівня (0,09-0,10 мкг/г ткани) через 48 годин при вмісті 0,02 мг/л та через 72 години при 0,04 мг/л. Однак при більш високій з досліджуваних концентрацій через деякий час спостерігалось швидке підвищення цього показника (до 0,45 мкг/г тканини). Після переносу риб у чисту воду вони швидко елімінують накопичений пестицид: рівні екскреції були відповідно 0,06 та 0,04 год-1 для вказаних концентрацій речовини. Тими ж дослідниками було проведено ряд експериментів для визначення впливу розчинів фенітротіону у вищезазначених концентраціях на рівень енергетичних сполук (глікогену, протеїну, жиру) в тканинах вугра. Незалежно від концентрації відмічено зниження рівня всіх досліджуваних сполук та зроблено висновок про те, що метаболічні порушення, викликані дією пестициду, не нормалізуються в період відновлення протягом тижня.

Дослідники з Фінляндії перевіряли дію препарату РСВ-77 в дозах 1-100 мкг/л на ембріони райдужної форелі. Накопичення пестициду в ікрі виявлено на третій день експерименту, рівень токсиканту при вихідних дозах в 1 і 10 мкг/л становить 185 та 1221 нг/г відповідно. При дозуванні РСВ-77 100 мкг/л інтенсивність нагромадження пестициду у тканинах виявилась меншою, ніж при нижчих концентраціях, однак на 7 день вона різко зросла. Таку динаміку накопичення РСВ-77 автори пояснюють збільшенням швидкості його метаболізма за участю монооксигеназної системи Р-450-залежної та глутатіон-S-трансфераз.

Крім того, в літературі зустрічаються відомості про зміни локомоторної та соціальної поведінки золотої рибки (Carassius auratus L) у відповідь на дію гербіцидів атразина та діурона в різних концентраціях: 0,1; 1,0; та 10 мг/л.

Російські вчені довели залежність між збільшенням концентрації токсичної речовини і зменшенням часу існування осетрових риб на всіх стадіях розвитку від зиготи до личинки у розчинах пестицидів.

Російськими вченими на прикладі коропових риб досліджено реакції імунної системи на короткочасну та хронічну дію фосфорорганічного пестициду карбофосу, а також вплив забруднення важкими металами та іншими пестицидами на імунну систему різних видів риб.

Дослідженнями останніх років доведено, що препарати 2,4-Д здатні впливати на синаптичні ефекти завдяки зміні ліпідних структур збуджуваної мембрани клітини. При внесенні препаратів 2,4-Д у розчин, що омиває внутрішню поверхню препарату ізольованого нерва жаби (яка, як і риби, належить до пойкілотермних тварин і більшу частину життя проводить у водному середовищі) з сумісно інервованим шматочком шкіри призводить до зміни різниці потенціалів на рівні нейроепітеліальних синапсів. Причому великого значення для визначення величини змін набуває концентрація гербіциду у промивній рідині. Так, при концентрації 0,1 та 1 ммоль різниця потенціалів зазнає змін відповідно на 47,2 та 68,9%.

2.3 Залежність стійкості риб до токсикантів від температури середовища та пори року

Оскільки риби відносяться до пойкілотермних тварин, то вплив температури зовнішнього середовища на ріст, розвиток, інтенсивність інших фізіологічних процесів дуже великий. Крім того, доведено, що різні абіотичні чинники пов’язані як між собою так і з біотичними чинниками. Зокрема, від температури залежить розвиток рослинних і тваринних організмів, якими живиться риба, насиченість води киснем та інш. Тому при вивченні взаємовідносин між концентрацією токсичної речовини і впливом її на організм риб не можна не враховувати температурний чинник, що визначає не лише інтенсивність обмінних процесів, а й рівень чутливості та стійкості риб до токсикантів [39].

Адаптації організму риб до змін температури вивчено досить повно. Є багато літературних джерел, в яких описано комплекс біохімічних, фізіологічних, морфологічних, поведінкових адаптацій, що зменшують екстремальну дію цього фактора середовища. Біохімічні зміни в організмі риб, викликані коливаннями температури, мають велике значення, оскільки у своїх дослідженнях ми вивчали комплексну дію токсикантів і температурного режиму на організм риб.

Пошуки зв’язку термостійкості організму зі складом ферментів - актуальне питання сьогодення.

Досить широко вивчається залежність енергетичного обміну у водних ектотермних тварин від температури. Взагалі вивченню функціонального стану гліколізу та ЦТК в тканинах риб під дією змін температури води присвячено багато робіт, оскільки інформація про стан цих процесів необхідна для розуміння механізмів енергозабезпечення адаптації їх до екологічних факторів, в тому числі й до температури. Зокрема, досліджуючи активність окремих ферментів цих циклів, можна судити про стан протікання відповідних реакцій гліколізу та ЦТК. Для більш повного вивчення температурної залежності регуляції та протікання вищезгаданих процесів, було вивчено зміни концентрації самих метаболітів, таких як піруват, лактат, оксалоацетат, ά-кетоглутарат та малат. Виявлено, що при збільшенні температури водного середовища від 10 до 30˚С в організмі коропа спостерігається перебудова шляхів генерування енергії за рахунок посилення інтенсивності гліколізу і гальмування реакцій ЦТК.

Оскільки температурна аклімація риб суттєво відображається на компонентах обміну аденілових нуклеотидів, що мають безпосереднє відношення до забезпечення організму енергією, відомі також дослідження обміну аденілових нуклеотидів у риб при їх температурній акламації [39].

Багаточисельні дослідження свідчать про зміни в активності аеробного та анаеробного метаболізму при холодовій акклімації. При вивченні механізма температурної компенсації на клітинному рівні було встановлено, що при низьких температурах відбувається збільшення маси мітохондрій (їх відносного об’єму в клітинах чи тканинах). Так, наприклад, у коропа, акклімованого до 2ºС, мітохондрії займають 25% об’єму червоних м’язових волокон, а при акклімації до 28ºС - лише 14%.

Деякі автори вважають, що холодова акклімація пов’язана зі зміною характеру експресії генів у риб, що мешкають у холодних водоймах. Причому експресія індукується у коропа лускатого при зниженні температури води з 25 до 6˚С, а у даніо-реріо до 12˚С. Активацію експресії виявлено через 2 години після дії холоду з піком через 12 годин.

Як зазначалось вище, температура води відіграє вирішальну роль у визначенні стійкості риб до токсикантів при незмінних концентрації та часу їхньої дії, оскільки сезонні та добові коливання температури, а також перепад температур, викликаний викидами стічних вод, можуть суттєво змінити їх стійкість до токсикантів шляхом зміни інтенсивності обміну. Крім того, дані, накопичені фізіологами та екологами риб про залежність рівня обміну риб від температури, викладені на початку даного розділу, дозволяють зробити припущення про важливу роль температурного фактора у визначенні швидкості та рівня накопичення токсикантів та величини порогової концентрації речовини у водоймі [41].

При дослідженні залежності швидкості розвитку токсичного процесу та часу загибелі піддослідних риб при збільшенні температури на 10º С отримані переконливі дані про зниження стійкості риб до органічної речовини - токсафену у 3 рази.

Вченими виявлено зв’язок між стійкістю риб до отрут органічного ряду та температурою. В роботах перевірявся токсичний вплив фенолу, суміші фенолу та крезолу, а також мета крезолу в температурному режимі від 10º С до 25º С. Результати дослідів свідчать про зменшення тривалості життя піддослідних риб у розчинах токсикантів при підвищенні температури. Крім того, зміни часу існування риб у токсичному середовищі до загибелі неоднакові при підвищенні температури на 10º С в області високих (15-25º С) та низьких (5-15º С) температур: при вищій температурі прискорення загибелі піддослідних риб виражене значно більше. При збільшенні температури середовища сумісно з токсикозом відмічено також змінення таких показників токсикорезистентності, як латентний період інтоксикації, швидкість та процент загибелі тварин.

Виникає питання про вплив попередньої адаптації риб до температури середовища на рівень їх стійкості до отрут. Всупереч очікуванням Лук’яненка В.І. зі співробітниками, час загибелі адаптованих до високої температури риб значно зменшився порівняно з часом загибелі неадаптованих, що кардинально не узгоджується з пропозицією Вінберга Г.Г. стосовно того, що адаптація риб до низьких температур пов’язана з підвищеним рівнем обміну, а до високих - зі зменшенням його інтенсивності.

Деякі автори намагаються дати оцінку впливу токсичних речовин на здатність риб розрізняти різну інтенсивність прояву абіотичних факторів, зокрема температури. При дослідженні дії органічних токсикантів на температурний преферендум струмкової форелі (Salmo trutta morpha fario L), виявлено, що високі концентрації досліджуваних речовин призводили до вірогідного зниження рівня температури, якій риби надавали перевагу, порівняно з контролем. Тобто можна зробити висновки про поведінкові зміни риб у вищезгаданих умовах.

Цікаві дані щодо безпеки використання пестициду базограну для рибоводства надані Махно П. М.: виявляється, що максимально можливі концентрації токсиканту проявляються для коропа різного віку при різних температурах: для малька - при 17-19º С, а для цьогорічки - при 12º С.

Матеріали Першого Конгресу іхтіологів Росії містять дані про тісний зв’язок між температурою води і часом загибелі риб при токсикозі пестицидами (базогран-М та інш): з підвищенням температури збільшується швидкість загибелі осетрових риб.

На думку В.І. Лук’яненка існує необхідність внесення суттєвих коректив в уявлення про роль температурного чинника у визначенні ступеня стійкості риб до токсикозу. Крім того, сезонні особливості метаболізму, його циклічність має неабиякий вплив на токсикорезистентність риб. Ефект зміни температури токсичного розчину проявляється через існуючий у даний момент рівень та направленість метаболізму, що склалися в процесі еволюційного розвитку [41].

Сезонні зміни обміну речовин - питання, що здавна і до сьогоднішнього дня цікавить дослідників. Доведено, що в період зимівлі змінюється хімічний склад м’язів та інших органів риб, ліпідний склад печінки, взагалі відбуваються зміни у ліпідному, вуглеводному та білковому обмінах. Дослідження активності ферментів вуглеводного обміну морських видів риб показали, що у більшості випадків активність ферментів (зокрема ЛДГ та СДГ) зростає в інтервалі природної для Чорного моря температури (5-25˚С), сягаючи максимуму при 25˚С, температурна залежність активності знаходиться у відповідності з термічною екологією виду риб та залежить від періоду річного циклу.

Виходячи із загальнофізіологічних уявлень, можна зробити висновок про неабиякий вплив сезонного фактора на токсикорзистентність риб. Однак, у літературі нами знайдено дуже мало відомостей про нього. Зокрема, Лук’яненко зі співробітниками, досліджуючи токсикорезистентність карасів (Carassius carassius L) у розчинах фенолу різної концентрації дійшли висновку, що різниця у стійкості риб у різні пори року визначається сезонними особливостями у метаболізмі карася і проявляються у деякому зниженні стійкості риб до найбільш високих концентрацій токсикантів у лютому та значному зменшенні часу існування риб при будь-яких концентраціях фенолу у червні. Зазначені відмінності пояснюються, напевно, тим, що взимку у карася рівень обміну речовин значно знижується порівняно з іншими порами року.

2.4 Вікові та видові особливості стійкості та чутливості риб до токсикантів водного середовища

Дослідження ролі вікового чинника у визначенні стійкості риб до отрут важливе для розуміння шляхів впливу токсикантів у природній водоймі на популяцію виду в цілому та на окремі стадії життєвого циклу, а також для вірного розв’язання проблеми біологічного нормування гранично допустимих та мінімальних летальних концентрацій отрут. Надзвичайно велике значення має вивчення вікових особливостей відповіді на отруєння для оцінювання рівня токсикорезистентності даного виду риб, яке автор пропонує проводити в період її максимального зниження та з урахуванням саме цього “вузького" місця у життєвому циклі виду.

Рядом авторів відмічено, що у різних видів риб стійкість до отрут органічної природи, як правило, знижується в процесі онтогенетичного розвитку. Причому мінімум стійкості спостерігається у статевозрілих особин.

Зниження стійкості риб до отрут органічної природи по мірі дозрівання різних функціональних систем, діяльність яких визначає рівень реактивності організму пояснюються авторами діяльністю центральної нервової системи та її синаптичних структур, оскільки токсична дія отрут органічного походження проявляється шляхом порушення її діяльності. Певне значення при цьому може мати і гіпоталамо-гіпофізарно-адреналова система, що відіграє важливу роль у підтриманні гомеостазу. На ранніх етапах онтогенезу постійність внутрішнього середовища та механізми, що її регулюють, не мають належного розвитку, внаслідок чого організм здатний переносити значні відхилення від оптимального рівня [34].

Страницы: 1, 2